Le sol constitue une réserve considérable de microorganismes représentatifs de nombreuses communautés cellulaires. Les recherches reposent sur l’hypothèse qu’il existe, dans les échantillons de sol, des communautés microbiennes adaptées à des conditions physiques (pression, température) très différentes de celles rencontrées dans nos laboratoires : soit parce que les conditions de milieu ont changé (sol), soit parce que les conditions de prélèvement sont très différentes des conditions de culture (grands fonds marins). Dans cette optique, l’utilisation des hautes pressions gazeuses (200-1000 bars dans un premier temps) est envisagée afin d’essayer de réactiver des microorganismes dormants que l’on ne sait pas cultiver. La découverte et la culture de ces microorganismes pourrait permettre de découvrir des formes microbiennes avec des adaptations qu’il serait possible d’utiliser à des fins de connaissance sur la plasticité cellulaire ou d’exploiter industriellement certains éléments spécifiques du métabolisme (enzymes, produits). L’objectif de la présente étude est de valider l’utilisation de procédés originaux de culture sous Hautes Pressions. La maîtrise de ces procédés devrait permettre d’approcher les conditions optimales de culture par l’utilisation d’enceintes Hautes Pressions spécifiques : (1) Enceintes « aveugles » : elles permettent de placer des échantillons sous pression et de maintenir cette pression constante au cours de l’incubation mais ne permettent pas de visualiser la croissance des microorganismes lors du traitement hyperbare. Elles possèdent un volume utile d’environ 100 cm3 permettant l’introduction de 3 petites boîtes de Petri (4 cm de diamètre) et résistent à des pressions allant de 250 à 2000 bars selon le modèle de l’enceinte. (2) Enceintes « optiques » ou cellules de visualisation : elles permettent de visualiser les échantillons et de suivre, en temps réel, la croissance microbienne au cours du traitement hyperbare. Elles peuvent être utilisées pour réaliser des cultures sous pression gazeuse isostatique en milieu solide ou sous pression hydrostatique en milieu liquide. La présence d’une double enveloppe permet de réguler la température d’incubation. Cette cellule de visualisation peut résister à des pressions allant jusqu’à 4000 bars. Dans un premier temps, la levure Saccharomyces cerevisiae a été utilisée comme microorganisme modèle. Son taux de croissance a été mesuré entre 1 et 500 bars dans ces deux types d’enceintes. Une étude comparative a été menée afin de retenir l’enceinte la plus adaptée au suivi de la croissance microbienne. Dans un second temps, des échantillons de différents sols (terrestre et marin) ont été récupérés afin d’identifier les populations microbiennes piézotolérantes et/ou piézophiles éventuelles. Les échantillons de sol terrestre proviennent du domaine de Bretenières (I.N.R.A., Dijon) et les échantillons de sol marin ont été prélevés dans deux carottes profondes du Bassin Indien Central (Océan Indien) à plus de 5000 m de profondeur et ont été gracieusement fournis par la carothèque océanique du Muséum National d’Histoire Naturelle.